Меню

Собака как лабораторное животное

ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ

Лабораторные животные — различные виды животных, специально разводимые в условиях лабораторий или питомников для экспериментальной или производственной практики. Лабораторных животных используют в целях диагностики болезней, моделирования различных физиологических и патологических состояний, изучения лечебно-профилактических препаратов, химических и физических факторов, производства биологических препаратов — диагностических сывороток, вакцин, культур тканей и др.

К лабораторным относятся животные различных систематических групп: простейшие, черви, членистоногие, иглокожие, амфибии, птицы, млекопитающие. Однако чаще всего Лабораторных животных подразделяют на беспозвоночных и позвоночных.

Позвоночные лабораторные животные

Использование позвоночных животных человеком с познавательной целью началось, по-видимому, в период развития скотоводства. В последующем на животных стали изучать строение и функции различных органов живых организмов. В частности, известны наблюдения древнегреческого естествоиспытателя Диогена (5 в. до н. э.), который, вскрывая трупы животных, установил разные функции предсердий. Позднее анатомию и физиологию изучали на животных Аристотель, К. Гален, У. Гарвей и др. Первоначально эксперименты проводились на домашних животных. В 15 в. стали известны белые мыши, крысы и морские свинки. Однако понятие «лабораторные животные» сложилось к концу 19 в.

Всего в мед.-биол, исследованиях используют до 250 видов животных. Одни виды постоянно разводят в лабораториях и питомниках для научных исследований (белые мыши, белые крысы, морские свинки, кролики, хомяки, кошки, собаки, обезьяны, мини-свиньи и др.). Другие — периодически отлавливают для эксперимента (полевки, песчанки, суслики, хорьки, сурки, броненосцы, лемминги, амфибии, рыбы и др.). Имеется группа лаб. птиц (куры, голуби, канарейки, перепелки и др.). Часть мед. экспериментов проводят на с.-х. животных (овцы, свиньи, телята и др.). От общего числа Л. ж. на долю мышей приходится ок. 70 %, крыс — 15%, морских свинок — 9%, птиц — 3%, кроликов — 2% и прочих — 1 %.

Интерес исследователей к грызунам обусловлен в основном тем, что многие из них имеют малые размеры тела, высокую плодовитость и короткий период жизни; за несколько месяцев жизни грызуна можно проследить в организме процессы, которые у человека протекают годами. Средняя продолжительность жизни белых мышей 1,5 —2 года, крыс 2—2,5 года, хомяков 2—5 лет, морских свинок 6—8 лет, кроликов 4—9 лет.

При разведении Л. ж. проводят контроль по генетическим, экологическим, морфологическим признакам, а также по состоянию здоровья.

Генетически Лабораторные животные подразделяются на нелинейных (гетерозиготных) и линейных (гомозиготных). Нелинейных животных разводят на основе случайных скрещиваний и в силу этого они обладают высокой степенью гетерозиготности. Нарастание инбридинга (см.) у этой группы Л. ж. допускается не более 1 % на поколение.

Линейных животных (см.) разводят на основе тесного инбридинга. Линейные животные подразделяются на чисто инбредные линии и мутантные стоки. Чисто инбредной называется линия, в к-рой животные прошли не менее 20 поколений скрещивания типа «брат X сестра»; конгенная (коизогенная) линия — инбредная линия, несущая дополнительный чужой ген. Мутантный сток — потомство животных, у которых спонтанно или индуцированно возникли изменения в наследовании внешних или внутренних признаков.

Известно ок. 670 инбредных линий и сублиний, конгенных линий и мутантных стоков мышей, 162 линии крыс, 16 линий морских свинок, 66 линий хомяков, 4 линии песчанок и 7 линий цыплят. В СССР линейных мышей разводят с 1943 г. Каждая линия имеет свои особенности в наборе генов, реактивности на различные антигенные и стрессовые факторы. Линейные животные регулярно контролируются на гомозиготность в основном методом трансплантации кожи. Многообразие линейных животных поддерживается в соответствующих коллекциях при научных учреждениях. Наиболее крупные коллекции линейных мышей содержатся в СССР, в отделении генетики Научно-исследовательской лаборатории экспериментально-биологических моделей АМН СССР, в США, в Джексоновской лаборатории, и в некоторых других странах.

На линейных животных проводят исследования в области микробиологии, паразитологии, онкологии, иммунологии, генетике, физиологии, морфологии и т. д.

Экологический контроль направлен на стандартизацию содержания и кормления Л. ж.

Для кормления Л. ж. используют натуральные пищевые продукты или брикетированные концентраты по разработанным нормам (приказ Минздрава СССР за № 163 от 10/III 1966 г.).

Брикетированный корм и зерновую смесь задают в бункерные кормушки на несколько суток. Другие натуральные корма и воду дают животным ежедневно.

Помещения для Л. ж. должны быть просторными, с 10—14-кратным обменом воздуха в час и влажностью воздуха 55—60%. Предпочтительнее помещения барьерного типа, разделенные на «чистую» и «грязную» части. Не менее 50% площади отводится под подсобные помещения. Во избежание взаимных стрессовых влияний и обмена возбудителями инфекционных заболеваний не допускается содержание в одной комнате или клетке животных разных видов.

Для каждого вида животных разработаны свои конструкции и размеры клеток. Мыши, крысы, морские свинки и хомяки преимущественно содержатся в пластмассовых конусообразных ванночках с сетчатой крышкой из нержавеющей стали. Кролики, собаки, обезьяны, кошки и птицы содержатся в металлических клетках. Предложены международные стандарты размеров клеток, в частности для мышей 30 X 20 X 10 см, для крыс 42 X 32 X 15 см, морских свинок 75 X 45 X 34 см , кошек 50 X 70 X 65 см. Все клетки оборудуются автоматическими поилками и бункерными кормушками, размещаются на стеллажах в 1—6 ярусов, перед использованием тщательно моются и дезинфицируются, а в процессе работы у мышей и крыс еженедельно заменяются чистыми. В одной клетке в зависимости от вида Л. ж. можно содержать не более 15 мышей, 10 крыс, 1 кролика, 5 морских свинок и 5 хомяков.

Стандартизация Лабораторных животных по микробиологическому статусу обусловила их деление на две группы: конвенциональные животные (т. е. обычные животные) и гнотобиотические животные (с известной микрофлорой). По рекомендации ВОЗ (1973 г.) конвенциональные животные при разведении должны подвергаться микробиол, контролю: мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики — на сальмонеллез, туберкулез, псевдо-туберкулез, листериоз, лептоспирозы, пастереллезы, пиевмококкоз, Bordetella bronchiseptica (за исключением кроликов), дерматомикозы, лимфоцитарный хориоменингит на все виды эктопаразитов, гельминтов; дополнительно мыши, крысы и морские свинки — на Streptobacillus moniliformis, мыши и крысы — на микоплазмы, мыши — на Corynebacterium murium, стрептококки группы А, вирус оспы, кролики — на Treponema cuniculi.

Профилактика заболеваний Л. ж. включает строгое соблюдение сан.-гиг. правил, максимальное обеззараживание окружающей среды (помещений, воздуха, оборудования, кормов, подстилки и т. п.), создание условий содержания животных, соответствующих их экологическим особенностям, проведение карантинных мероприятий при перемещении животных, а также своевременную изоляцию больных.

В профилактике кишечных инфекций большое внимание уделяется контролю за микрофлорой кишечного тракта.

Лабораторные животные подвержены многим инфекционным и инвазионным заболеваниям: сальмонеллезам, эризипелоиду, листериозу, псевдотуберкулезу, пастереллезу, туляремии, стафилококкозам, оспе, вирусной диарее, шигеллезу, лимфоцитарному хориоменингиту, болезни Тиззера, микозам, гельминтозам, кокцидиозам, акарозам и др. У Л. ж. встречается латентное носительство патогенных простейших бактерий и вирусов (особенно у крыс). Обезьяны могут быть источником заражения человека вирусами герпеса, гепатита, оспы и др. Всего описано более 100 инфекций и инвазий Л. ж. Профилактика заражения человека от животных предусматривает соблюдение обслуживающим персоналом личной гигиены, а также систематическое обследование обслуживающего персонала.

При разведении Л. ж. их лечение не допускается. Ликвидация возникшего заболевания достигается выдержкой в карантине вновь поступающих Л. ж., своевременным установлением диагноза и удалением больных. Для этой цели в питомниках Л. ж. имеются контрольно-диагностические лаборатории.

К гнотобиотическим Л. ж. относятся безмикробные, моно- и ди- или поликонтаминированные животные и животные без специфических патогенных факторов или возбудителей (СПФ или СПВ), которые широко используются при проведении важных экспериментов (см. Гнотобиология).

В научных учреждениях, где проводятся исследования на Л. ж., должны быть научно-вспомогательные подразделения: виварий (см.) и экспериментально-биологическая клиника. В виварии содержатся и частично разводятся отдельные виды животных с последующей передачей их для экспериментального исследования. В экспериментально-биологической клинике лишь содержатся животные, на которых проводятся исследования. Виварии и экспериментально-биологические клиники размещаются в отдельном здании (комплексе зданий). Для земноводных животных и рыб, используемых в экспериментах, оборудуются соответствующие помещения.

Для удовлетворения постоянно возрастающего спроса на Л. ж. разных видов, линий и категорий возникла самостоятельная отрасль хозяйства — лабораторное животноводство с соответствующими научными и производственными базами. Организована соответствующая подготовка рабочих кадров.

Беспозвоночные лабораторные животные

Помимо позвоночных животных, в лабораториях находят применение также и многие беспозвоночные: простейшие, гельминты, членистоногие (насекомые, клещи) и др. Цели и методы использования их в качестве Л. ж. весьма разнообразны. Незаменимыми объектами для разнообразных лаб. исследований издавна служат простейшие (тип Protozoa). Быстрота их размножения, малые размеры, сравнительная простота и удобство содержания в условиях лаборатории делают простейших самыми дешевыми экспериментальными моделями (см. Простейшие).

Разработаны методы замораживания и длительного хранения некоторых видов простейших (трипаносом, лейшманий, токсоплазм и др.) в жидком азоте. Этот метод позволяет создавать криобанки штаммов простейших, что удобно при использовании их в качестве Л. ж.

Способность многих простейших размножаться бесполым путем является предпосылкой получения чистых линий простейших организмов — клонов, которые служат незаменимым объектом для генетических, иммунологических и других исследований.

При постановке экспериментов с простейшими следует учитывать не только их вид, штамм или изолят, но нередко и принадлежность к определенной генетической линии. Большое значение при лаб. содержании имеет знание жизненного цикла развития простейшего и отдельных стадий этого цикла (см. Жизненный цикл).

При работе с простейшими значительное влияние оказывают биотические и абиотические факторы окружающей среды.

В качестве Л. ж. из простейших широко используются саркодовые (Sarcodoidea), а среди них паразитические амебы — Entamoeba histolytica (возбудитель амебиаза у человека) и E. invadens (возбудитель амебиаза у некоторых рептилий), а также свободноживущая амеба (E. moshkovskii), представляющая морфологический двойник дизентерийной амебы. Е. histolytica и E. invadens в культуре являются удобными объектами для цитологического анализа действия противоамебных препаратов. Зараженные Е. histolytica крысята, морские свинки, кролики, хомячки, котята и другие Л. ж. являются моделями для изучения вопросов патогенеза, иммунитета и химиотерапии заболеваний, вызываемых паразитическими амебами.

Мелкие свободноживущие амебы группы limax служат лаб. моделью при разработке проблем паразитизма, среди них обнаружены виды, способные вызывать тяжелые заболевания человека и животных (первичный амебный менингоэнцефалит и др.). Амебы видов Naegleria fowleri и Acanthamoeba culbertsoni и другие используются в культуре клеток для изучения их взаимодействия с тканями и клетками млекопитающих. На культурах этих амеб проводят поиски эффективных химиотерапевтических препаратов и дезинфекционных средств, а на экспериментальных моделях (зараженных животных) изучают механизмы патогенеза, иммунитета и др.

Крупные амебы (Amoeba proteus, Chaos, Pelomyxa и др.) используют при цитогенетических и других исследованиях, в частности при анализе наследственной изменчивости, возникновения и частоты мутаций. В микрургических опытах получены ядерно-цитоплазматические гибриды — гетерокарионы, на которых изучают явления трансплантационной несовместимости, эпигенетической изменчивости и т. д. На этих объектах проводят разнообразные наблюдения по воздействию ионизирующего и ультрафиолетового излучения, хим. мутагенеза.

Разнообразные исследования проводятся на лаб. культурах паразитических жгутиковых (Flagellata) — трихомонад, лямблий, трипаносом, лейшмании и др. (см. Жгутиковые). На этих простейших изучают особенности механизмов антигенной изменчивости, первичные реакции взаимодействия с клетками и их цитопатическое действие. Широко используются в биохим, исследованиях близкие к промастиготиым формам лейшманий жгутиковые Crithidia fasciculata и Strigomonas oncopelti из кишечника насекомых. Эти культуры служат моделями при изучении состава нуклеиновых к-т, различных органелл зоофлагеллят и др. Жгутиковые (трипаносомы, лямблии и др.) широко используются при лаб. моделировании взаимоотношений паразита и хозяина.

Имеются новые данные о культивировании разных групп возбудителей класса Sporozoa (см. Споровики), приготовлении с их помощью вакцин, антигенов для серологических и аллергических реакций, по изучению взаимоотношений организма паразита и хозяина на клеточном и молекулярном уровнях, механизмов действия химиотерапевтических препаратов, созданию новых эффективных препаратов, изучению экологии возбудителей и т. д. Получены культуры возбудителей малярии человека, что дает возможность приготовления противомалярийных вакцин. Экспериментальные исследования проводятся также на возбудителях малярии грызунов и особенно малярии птиц. Для культивирования последних очень удобными оказались эмбрионы птиц (кур и др.).

Читайте также:  Рисунки собак карандашом стоящих

К Лабораторным животным стали относить и различные виды инфузорий (см.). Свободноживущие и паразитические ресничные (Ciliata), включая Balantidium coli — возбудителя балантидиаза, используются при биохимических, физиологических, цитологических, экологических исследованиях, при изучении действия проникающей радиации и других физ. и хим. факторов, а также при разрешении других проблем общебиол. и мед. значения.

Инфузории представляют собой классические объекты и для цитогенетических исследований, включая генетический анализ при изучении некоторых проблем изменчивости и наследственности. Инфузории служат удобными объектами при токсикологических исследованиях, а также при изучении биол, эффекта действия ультрафиолетовых лучей, проникающей радиации и других факторов. При этом учитываются изменения скорости и характера движения, пульсации сократительных вакуолей, ядерного аппарата, нарушения темпов деления и т. д. В последние годы некоторые виды инфузорий нашли широкое применение в экспериментах по молекулярной биологии, в частности в генной инженерии. Для содержания инфузорий in vitro разработаны разнообразные по составу среды — от самых простых в виде настоев трав и листьев до сложных синтетических с заранее определенным хим. составом.

На различных паразитических червях — гельминтах (см.) — изучают многие вопросы действия химиотерапевтических препаратов, некоторые вопросы, связанные с биологией гельминтов, и т. д. Наблюдения проводят на гельминтах, паразитирующих у человека и животных. Гельминты, извлеченные из организма хозяина, отмывают подогретым до t° 38° р-ром Рингера и помещают в специальные сосуды, позволяющие регистрировать их движение, питание, изменения в состоянии кутикулы и т. д. Кратковременные наблюдения за гельминтами in vitro проводят, используя р-ры Рингера, Рингера — Локка, Тироде, Хеддона — Флейга, Кротова.

Во многих лабораториях мира в качестве Л. ж. используют различных членистоногих, таких как плодовая мушка (Drosophila melanogaster), пчелиная моль (Galleria melonella), клоп (Rhodnius prolixus) и др. Стандартными лаб. культурами кровососущих насекомых и клещей широко пользуются в различных паразитол, лабораториях.

Необходимым условием использования в эксперименте членистоногих является проверка исходной природной популяции (родоначальника лаб. культуры) на чистоту линии — отсутствие естественной зараженности возбудителями болезней, поскольку кровососущие членистоногие имеют определяющее значение в качестве переносчиков и хранителей возбудителей многих трансмиссивных инфекций (риккетсиозов, арбовирусных инфекций, лейшманиозов, филяриатозов, малярий и др.). Для определения степени участия какого-либо вида членистоногих в переносе возбудителей инфекций или его истинной роли в эпидемиологии и эпизоотологии необходимо проведение экспериментальных исследований с кровососущими членистоногими и возбудителями болезней.

Кровососущих членистоногих собирают с животных, а также в помещениях для с.-х. животных, в природе — с растительности, из нор, пещер, из гнезд грызунов и птиц с помощью разработанных паразитол, методов. В лаб. инсектариях кровососущих членистоногих содержат в специально смонтированных колбах, пробирках, садках.

Аргасовых (Argasidae) и иксодовых (Ixodidae) клещей используют для длительного сохранения возбудителей спирохетозов, риккетсиозов, арбовирусных инфекций и др.

Клещей, комаров, москитов, мух и других членистоногих используют в экспериментах по испытанию эффективности инсектицидов, акарицидов и репеллентов, а также для разработки биол, методов борьбы с переносчиками возбудителей болезней человека и животных и вредителями сельского хозяйства.

Для экспериментального изучения как переносчиков возбудителей природно-очаговых болезней человека (энцефалитов, геморрагических лихорадок, риккетсиозов и др.), а так-же при испытании эффективности действия акарицидов и разработке специфических методов биол, борьбы используют иксодовых клещей (родов Ixodes, Haemaphysalis, Hyalomma, Rhipicephalus, Dermacentor). Иксодовые клещи легко культивируются в лаб. условиях. Для создания лаб. культуры иксодовых клещей собирают с с.-х. животных (уже напившихся кровью) или с растительности в природных стациях (голодных). Сытых клещей помещают в специально смонтированные увлажненные пробирки для яйцекладки. Голодных клещей кормят на Л. ж. под матерчатыми колпаками, которые приклеивают на спину животному-прокормителю (свинки, кролики, мыши, хомяки, а также овцы и крупный рогатый скот). При правильном уходе клещи одной линии культивируются в лаборатории годами.

Удобной лаб. моделью являются аргасовые клещи (родов Ornithodoros, Alveonasus, Argas). Их используют для экспериментального изучения отношений клещей с возбудителями (спирохеты, вирусы, риккетсии), а также для длительного (многолетнего) сохранения возбудителей болезней в активном состоянии. Аргасовых клещей при культивировании кормят или на Л. ж., или кровью животных через мембрану, приготовляемую из кожи мыши или цыпленка. Разработан способ кормления аргасовых клещей на курином эмбрионе путем подсадки их в воздушную камеру яйца. Клещи Alveonasus lahorensis, Ornithodoros papillipes и др. культивируются в лабораториях уже многие десятилетия.

В качестве Л. ж. используют также гамазовых клещей (Gamasoidea). Среди них особенно удобны для содержания в условиях лаборатории клещи Ornithonyssus bacoti (крысиный клещ), Dermanyssus gallinae (куриный клещ), Allodermanyssus sanguineus (мышиный клещ). Гамазовых клещей используют для моделирования инф. процесса при риккетсиозах, клещевом энцефалите, туляремии, геморрагических лихорадках. В лаборатории устраивают так наз. завод — искусственное гнездо, в к-рое помещают клещей и Л. ж. (мыши, куры и др.) для их кормления. По мере надобности клещей отбирают из завода и в процессе эксперимента и наблюдения содержат в специальных увлажненных камерах.

Для экспериментальных работ в различных лабораториях разводят кровососущих комаров (Culicidae) разных родов (Aedes, Anopheles, Culex). В ряде случаев удобно пользоваться комарами рода Culex pipiens molestus, которых легко разводить в условиях лаборатории; оплодотворенные самки в благоприятных условиях не впадают в диапаузу и могут откладывать яйца без предварительного питания кровью. Вышедшие из яиц личинки развиваются в воде, богатой органическими веществами.

Из комаров рода Aedes наиболее легко разводить комаров вида Aedes aegypti, являющихся переносчиками вирусов желтой лихорадки и других заболеваний человека, а также плазмодий птиц и др. Их можно содержать в сравнительно небольших садках; самок комаров кормят кровью кроликов или других животных. Отложенные самками Aedes яйца можно длительное время хранить в сухом состоянии; для выведения личинок их помещают в сосуд с водой. Кормом для личинок служит рисовая пудра, порошок из дафний, яичного желтка и др. Вода в сосуде с личинками должна быть чистой и не загрязняться кормом. Сосуды, в которых образовались куколки, помещают в марлевые садки для выплода комаров.

Для самых разнообразных экспериментальных исследований, в частности для изучения передачи возбудителей чумы, риккетсиозов и других бактериальных заболеваний людей и животных, изучения действия различных инсектицидов, репеллентов и т. п., используют выведенные в условиях лаборатории культуры блох (Aphaniptera). Наиболее удобными для культивирования в условиях лаборатории являются блохи крыс — Xenopsylla cheopis, Ceratophyllus fasciatus и др. B лаборатории их культивируют в специальных заводах — стеклянных банках, в которые подсаживают животных-прокормителей; в качестве Л. ж. применяют также вшей — переносчиков патогенных спирохет и риккетсий.

Для изучения взаимоотношений паразита и хозяина при лейшманиозах и москитной лихорадке используют москитов Phlebotomus papatasii, Lutzomyia longipalpis и Sergentomyia arpaklensis. Предложен ряд эффективных способов культивирования москитов. Основным условием успешного разведения этих насекомых является подбор питательного субстрата для личинок и создание оптимальных для развития москитов температуры и влажности. Для массового культивирования москитов в стационарных условиях используют разнообразные садки-домики, предложенные П. А. Петрищевой (1954) и другими авторами. А. И. Лисова (1952) предложила оригинальный метод кормления и заражения москитов. Для этого используют снятые со свежеубитых белых мышей шкурки хвоста, которые заполняют кровью или инфицирующим материалом (напр., смывом культуры лейшманий или других микроорганизмов). Такие шкурки помещают в пробирки, куда подсаживают москитов, охотно питающихся содержимым шкурки.

С целью разработки научных основ разведения и обоснованного выбора на конкретное исследование видов животных в СССР, Англии, США, Франции, ФРГ, Японии и других странах организованы научные центры по сравнительной биологии Л. ж. В СССР таким центром является Научно-исследовательская лаборатория экспериментально-биологических моделей АМН СССР. Координация работы в данной области осуществляется Международным комитетом по лабораторным животным (ПК Л А), с к-рым сотрудничает более 40 стран, в т. ч. СССР. Ежегодно проводятся научные конференции по разным вопросам биологии Л. ж. и биол, моделирования. По этим вопросам за рубежом издается более 30 периодических изданий. Организованы международные и регионарные центры: Международный справочный центр В ОЗ/М АИР по обеспечению животными со спонтанным развитием опухолей (Нидерланды, Амстердам, Институт рака), Международный справочный центр ФАО/ВОЗ по микоплазмам животных (Дания, г. Орхус, мед. ф-т ун-та). Регионарный справочный центр по вирусам обезьян (США, штат Техас, отдел микробиологии и инф. болезней). Справочные центры имеются при ИКЛА: по гистосовместимости мышей (ПНР), крыс (ФРГ и США), морских свинок (США), собак (ФРГ), по вирусам грызунов (ЧССР, Англия, ФРГ, Япония), по безволосым мышам (Дания), по возбудителям малярии птиц (Канада) и др.

В публикациях результатов исследований, полученных на Л. ж., по рекомендации ВОЗ, требуется указывать их вид, линию, возраст, пол, источник приобретения, условия содержания и кормления.

Из дополнительных материалов

Броненосцы (дополнение к одноименной статье, опубликованной в 12-м томе) — млекопитающие семейства Dasypodidae Bonaparte, 1838 из отряда неполнозубых — Edentata.

В семействе броненосцев 9 родов (21 вид). Броненосцы (син. армадиллы) — древнейшие из живущих млекопитающих, распространены в Южной и Центральной Америке, на юге США. Они ведут ночной образ жизни, живут в норах. Название «броненосцы» связано с наличием на дорсальной поверхности тела панциря, состоящего из отдельных костных пластинок, покрытых роговым слоем (так наз. кожный скелет, не встречающийся у других млекопитающих). Длина туловища броненосцев различных видов колеблется от 12 до 100 см, вес до 55 кг.

Броненосцы используются в медицине и биологии как лабораторные животные, особенно часто — девятипоясный броненосец — Dasy-pus novemcinctus Linnaeus, 1758 (рис. 1). Длина тела взрослого девятипоясного броненосца 40—55 см, вес 3—-7 кг; панцирь состоит из грудного и тазового щитков, разделенных 9 подвижными поясами. К особенностям биологии девятипоясных броненосцев относится пониженная температура тела (32—35°), большая длительность задержки имплантации бластоциста — до 4,5 мес. (общая продолжительность беременности ок. 9 мес), воспроизводство четырех монозиготных детенышей, способность переносить длительное отсутствие экзогенного кислорода, сниженные реакции клеточного иммунитета при выраженных гуморальных иммунных реакциях; продолжительность жизни — до 15 лет.

В природе девятипоясные броненосцы являются хозяевами возбудителей ряда зоонозов — лейшманиоза (см.), болезни Шагаса (см. Шагаса болезнь), сальмонеллезов, нек-рых микобактериозов и др. В эксперименте на девятипоясных броненосцах оказалось возможным моделировать многие бактериальные, вирусные и паразитарные инфекции, лепроматозный тип лепры (см.) — рис. 2, а также сыпной, возвратный и мышиный тифы, африканскую сонную болезнь, шистосоматоз, трихинеллез, ящур, микозы и др.

У броненосцев рода Dasypus из одной оплодотворенной яйцеклетки развивается несколько эмбрионов (истинная полиэмбриония), что делает их уникальной естественной моделью для изучения механизмов появления близнецов, а также многих вопросов наследственности и изменчивости. Монозиготные близнецы броненосцев являются объектом для исследований в области трансплантации, а также для иммунологических, токсикологических и тератологических исследований. Фармакокинетика лекарственных средств в организме броненосцев весьма близка к таковой у человека. Напр., установлено, что талидомид вызывает уродства плода броненосцев, что не наблюдалось у других лабораторных животных.

Броненосцы легко адаптируются к неволе. Содержать их лучше всего в небольших (2—4 м 2 ) вольерах с конурой для гнезда и ящиком для песка. В качестве подстилочного материала обычно используют обрезки бумаги или мох. В природе они питаются в основном насекомыми, червями, растительная пища составляет менее 10% рациона. В виварии в их рацион включают мясной фарш, яйца, молоко, овощи, фрукты. Броненосцы не агрессивны, поэтому уход и экспериментальная работа с ними не представляют трудностей. В неволе девятипоясные броненосцы не размножаются (некоторые другие виды, напр, щетинистые броненосцы, размножаются).

Читайте также:  Шатаются лапы у собаки

Библиография: Башенина Н. В. Руководство по содержанию и разведению новых в лабораторной практике видов мелких грызунов, М., 1975, библиогр.; 3ападнюк И. П., Западнюк В. И. и 3ахария Е. А. Лабораторные животные, Киев, 1974, библиогр.; Лабораторные методы исследования патогенных простейших, сост. Д. Н. Засухин и др., М., 1957; Лейн-Петтер У. Обеспечение научных исследований лабораторными животными, пер. с англ., М., 1964, библиогр.; Медведев H. Н. Линейные мыши, Л., 1964, библиогр.: Саркисов Д. С. и Ремезов П. И. Воспроизведение болезней человека в эксперименте, М., 1960, библиогр.; The coccidia, ed. by D. М. Hammond а. P. L. Long, p. 482, Baltimore — L., 1973; Flynn R. Parasites of laboratory animals, Ames, 19 73; Handbook of laboratory animal science, ed. by E. С. Melby a. N. H. Altman, v. 1—3, Cleveland, 1974—1976; Kohler D., Madry M. u. Heineсke H. Einfiihrung in die Ver suchstierkunde, Jena, 1978; Muller G. u. Kiessig R. Einfiihrung in die Versu-chstierkunde, Jena, 1977.; Соколов В. Е. Систематика млекопитающих, с. 362, М., 1973; Вenirsсhke K. Why armadillos? в кн.: Animal models for biomedical research, p. 45, Washington, 1968; Kirchheimer W. F. a. Storrs E. E. Attempts to establish the armadillo (Dasypus novemcinctus Linn) as a model for the study of leprosy, Int. J. Leprosy, v. 39, p. 693, 1971; Merit t D. A. Edentate diets, I. Armadillos, Lab. Animal Sci., v. 23, p. 540, 1973; Peppier R. D. Reproductive parameters in the nine-banded armadillo, Anat. Rec., v. 193, p. 649, 1979; Storrs E. E. The nine-banded armadillo, a model for biomedical research, в кн.: The laboratory animal in drug testing. ed. by A. Spiegel, p. 31, Jena, 1973.

В. А. Душкин; Д. H. Засухин, Л. М. Гордеева; A. А. Ющенко.

Источник

IX Международная студенческая научная конференция Студенческий научный форум — 2017

СОБАКА КАК МОДЕЛЬНЫЙ ОБЪЕКТ В БИОЛОГИИ И ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ МЕДИЦИНЕ

Собака (лат. Canislupusfamiliaris) — плацентарное млекопитающее отряда хищных семейства псовых. Выделена в подвид волка в 1993 году. Собака является древнейшим домашним животным. Однозначного мнения о том, где, когда и по каким причинам была одомашнена собака в научном мире нет, но, вероятно, собак одомашнили еще в эпоху верхнего палеолита. В настоящее время нет уголка планеты, в котором собак не использовали бы во всевозможных отраслях хозяйства. Незаменима собака и для проведения научных исследований, неспроста в Павлово возведен памятник этому преданному спутнику человека.

Многолетняя практика экспериментальной биологии и медицины показывает, что реактивность нервной, эндокринной, сердечно-сосудистой систем, органов пищеварения, дыхания и выделения собаки на изменения внешней среды и воздействия фармакологических агентов во многом напоминает реактивность человеческого организма. Собака считается типичным биообъектом для изучения физиологии и токсикологии ЦНС и ВНД с помощью метода условных рефлексов (выработка секреторных и двигательных временных связей), для изучения функций сердечно-сосудистой системы, пищеварения. Собака отличный объект для воссоздания продолжительных хронических опытов, ценное лабораторное животное для исследования трансплантации органов, так как является более выносливым животным по сравнению с другими модельными объектами. Собак также используют для воспроизведения некоторых инфекционных заболеваний (бешенство, лейшманиозы, трипаносомозы, пироплазмоз собак). Для стандартизации собак, которые будут использоваться в экспериментах, была выведена специальная порода – бигль (английская гончая). Из чистопородных собак чаще всего используются боксеры.

Продолжительность жизни собак зависит от породы и размера, но в среднем составляет 10-13 лет. Беременность длится 58-68 дней. Рост собак также напрямую зависит от её породы, цифры варьируются от 6,3 до 110 сантиметров в плечах. Взрослой особи необходим ежедневный 10-14-часовой сон.

Собаки для экспериментальных исследований содержатся в клетках или вольерах, одиночно. Это необходимое условие, так как содержание двух и более собак в одном помещении гарантированно приведет к тому, что некоторые особи будут недоедать, что в последствии может привести к недостоверным результатам исследования. Два квадратных метра – обязательные параметры размещения собак при клеточном содержании. Пол в клетках должен быть из дерева или из кирпича, поставленного на ребро. Место для лежания собак оборудуют в виде двойного дощатого пола. Влажность в помещениях для содержания собак не должна превышать 70%. Клетки следует делать из металлической сетки или металлических прутьев. Мыть их должны ежедневно с помощью шланга с водой. Норма обслуживания конвенциональных животных на одного работника: количество голов — 25-30, количество работников — 25-30. Температура в вольере должна быть комфортной для животных и составлять 15–21ͦ С.

Взрослых собак подобает кормить два раза в день. Корм должен содержать следующие компоненты: мясо, приготовленное в вареном виде; крупы (овсяная, гречневая и другие) подаются в виде жидкой каши; картофель и свекла, варятся и мнутся; морковь дают в сыром виде, протертую. Также в рацион необходимо включать хлеб и снятое молоко. Рыбий жир, растительное масло, витаминные препараты, а также минеральные добавки примешивают к полужидкому корму. Зелень мелко рубится и добавляется к остальной пище.

В истории немало опытов, доказывающих удобность применения собак как модельных объектов. Самым известным примером, пожалуй, станут опыты И. Павлова, в результате которых не только был изучен механизм пищеварения, но и создано учение об условных рефлексах. Еще одним немаловажным примером является выделение инсулина из поджелудочной железы собак Бантингом и Бестом в 1922 году в Торонто. Это было первое в мире выделение и введение инъекций инсулина. В трансплантологии важным примером является первая в мире пересадка головы от одной собаки к другой Ч. Гатри в 1908 году.

Таким образом, собаки, наряду с другими животными, являются важными модельными объектами, применимыми в различных сферах экспериментальных исследований.

Список использованной литературы:

1. Каркищенко Н. Н. Основы биомоделирования / Н. Н. Каркищенко. — М.: Изд. ВПК, 2004. — 608 с.

2. Биологический энциклопедический словарь. — М.: Советская энциклопедия, 1986. — 831 с.

3. Чадаев В. Е. Модельные объекты в медицине и ветеринарии //. 2012. №3. С.140-145

4. Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях / под ред. H.H. Каркищенко, С.В. Грачева. М.: Профиль-2С. 2010. С. 89-90.

5. Болотских Л. А., Каркищенко Н. Н., Семенов Х. Х., Егорова И. Ю., Бескова Т. Б., Лушникова З. С., Касинская Н. В., Казакова Л. Х. Актуальные вопросы стандартизации лабораторных животных для медико-биологических и биотехнических исследований //. 2012. №4. С.101-105.

6. Р.А. ИСЛАМОВ Методология эксперимента с использованием лабораторных животных // Вестник КазНМУ. 2016. №1. С.489-492.

7. Западнюк И. П. и др. Лабораторные животные. – Рипол Классик, 1983.

Источник



Собака как лабораторное животное

Лабораторная собака Горака

Причины, послужившие поводом для выведения этой породы.

Научно-исследовательские институты для экспериментальных целей пользуются собаками разных пород, помесями и вообще собаками неизвестного происхождения. Материал этот невыравненный, неоднопородный, часто даже неустановленного возраста, иногда эти собаки бывают даже носителями различных заболеваний, паразитов и т. д. В то же время приобретение и этого материала становится затруднительным, т. к. в большинстве случаев им продают непригодных собак.

В последние годы научные учреждения предъявляют все большие и большие требования, особенно что касается однородности, состояния здоровья, точного определения возраста животных и т. д. Все это навело на мысль вывести специальную породу, наиболее годную для экспериментальных целей.


Лабораторная собака Горака

Если в условиях любительского собаководства тесное родственное разведение практиковать не всегда возможно из-за появляющегося ослабления конституции и появления различных факторов, находившихся в скрытом виде, то современные научные исследования широко используют инбридинг для получения наиболее однородного материала. Для этого нужно иметь генетически изученных, полученных в лабораторных условиях животных. В институте физиологии Чехословацкой академии наук выведена специальная порода лабораторных собак. Ее создателем является известный кинолог Франтишек Горак. Родоначальниками породы были две метисные собаки, принадлежавшие институту, обладавшие большим многоплодием, хорошей способностью к выращиванию многочисленных пометов, незлобностью, не требовательных к уходу, имеющих короткую шерсть.

У собак этой породы в пяти поколениях средняя плодовитость составляет 9,1 щенка в помете, причем и по ряду других признаков они вполне удовлетворяют требования научных работников.

Имеется два варианта этой породы, отличающихся типом конституции, весом и ростом. Для хирургии и трансплантации тканей служит преимущественно более крупный вариант (20-25 кг), для фармакологии и для изучения физиологии высшей нервной деятельности наиболее пригоден меньший (10-15 кг). Оба указанных варианта имеют одинаковый окрас и Шерстный покров. Крупный вариант более сырой, чем малый.

Лабораторная собака Горака не является породой, утвержденной Международной кинологической федерацией, ее стандарт туда и не представлялся. Для разведения любителями-собаководами она и не предназначается. Однако нельзя отрицать ее высокую полезную ценность для человечества. Она является лучшим доказательством того, какие услуги оказывает и какие жертвы собака приносит человеческому обществу.

Современная медицинская наука не может обойтись без этих животных. Наверное некоторые излишне чувствительные читатели будут обвинять нас за то, что мы в эту книгу включили описание лабораторной собаки Горака. Нам хотелось бы на основании собственного опыта заверить их, что обращение с этими собаками в научных учреждениях гораздо более чуткое и внимательное, чем, например, обращение с собаками, которые на всю жизнь прикованы к цепи. За свою бескорыстную службу человечеству эти благородные животные заслуживают, несомненно, большей благодарности, чем то внимание, которое мы им здесь уделили.

Стандарт

Общин вид. Собаки этой породы имеют пропорциональное сложение, являются воплощением здоровья, крепкой конституции и спокойного характера. Крупный вариант имеет крепкий костяк и хорошо развитую мускулатуру. Малый вариант более сухого типа, более живой и подвижный. Шерстный покров обоих вариантов хорошо защищает против неблагоприятной погоды. Гладкая и жесткая шерсть не нуждается в особом уходе.

Голова. Череп слегка суживающийся от ушей к глазам. Лоб разделен заметной продольной бороздкой. Затылочный бугор хорошо выражен. Переход от лба к морде четко обозначен. Морда не очень заострена, спинка носа прямая. Губы мясистые, но плотно прилегающие, по краям черные. Челюсти крепкие, с крупными, хорошо развитыми зубами. Прикус ножницеобразный или клещеобразный.

Глаза. Средней величины, темные, веки с черной каймой, спокойного выражения.

Уши. Висячие на хрящах, поставлены сравнительно высоко, средней величины, треугольной формы, в виде латинской буквы «V» прилегающие к вискам.

Шея. Средней длины, сравнительно толстая. Кожа на горле сырая, часто (особенно у крупного варианта) образует подвес.

Туловище. Передняя часть груди хорошо развитая (особенно у более крупного варианта), сравнительно широкая. Грудная клетка соответственно глубокая, просторная и длинная. Ребра выпуклые и слегка направлены назад. Спина средней длины, широкая, с хорошо развитой мускулатурой, прямая. Поясница широкая, выпуклая и слегка покатая по направлению к крестцовой кости. Живот лишь немного подобран. Круп слегка наклонный.

Передние конечности. Плечевой угол около 100°. Локти свободные, но не вывороченные. Предплечья крепкие, костистые и по возможности прямые. Запястья хорошо выражены. Пясти наклонные, не слишком длинные. Лапы довольно крупные, с крепкими пальцами. Когти черного цвета. Подушечки пальцев упругие и хорошо сформированы.

Задние конечности. Массивные, крепкие, с хорошо развитой мускулатурой, поставленные параллельно друг другу. Скакательные суставы сухие, хорошо сформированные.

Лапы. Немного меньшие по размеру, чем передние, собранные в комок, с черными когтями. Подушечки пальцев черные.

Читайте также:  Lego city фургон для собак

Хвост. Хвост толстый, средней длины, покрыт несколько более длинной шерстью, чем туловище. Держится саблевидно или в виде серпа, слегка приподнятым над спиной.

Шерстный покров. Состоит из двух видов шерсти: короткий, но густой подшерсток и жесткие, прямые остевые волосы. Шерсть хорошо прилегает. Длина остальных волос от 3 до 5 см. На голове и на ногах шерсть короткая.

Окрас. Собаки этой породы имеют трехцветный окрас. На белом фоне расположены черные и рыжие пятна. Голова обычно рыжего цвета с белой проточиной или без нее. На туловище черные сливающиеся пятна образуют подобие чепрака — в зоне черного окраса черный, в зоне рыжего — рыжий.

Высота в холке. Более крупный вариант от 50 до 55 см, малый вариант от 40 до 45 см.

Вес. У большого варианта 20- 25 кг, у малого 10-15 кг.

Движения. У большого варианта шаг и рысь более медленные, чем у малого варианта.

Пороки и нежелательные свойства. Нежелательными для разведения являются злобные, трусливые, легко возбуждающиеся и слишком много лающие собаки. Для разведения непригодны малоплодные суки, с плохой лактацией и все суки со слабо развитым материнским инстинктом. Недостатком является длинная или слишком короткая шерсть.

Источник

Собака как лабораторное животное

Определение пороговой дозы общетоксического действия химических веществ

4. СПОСОБЫ ВВЕДЕНИЯ ТОКСИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ

Для формирования характерных токсически обусловленных патологических изменений у животных используются добровольные, полудобровольные и принудительные способы введения токсических веществ.

На добровольный выбор животными потребляемых жидкостей или сухих кормов влияют индивидуальная чувствительность, скорость метаболизма вещества, порода, возраст, условия содержания, наличие дополнительных стрессорных факторов, концентрация раствора, наличие пищевых добавок и т.д. Данный способ не может обеспечить достаточно высоких и стабильных доз поступления токсических веществ в организм, поэтому более эффективными являются модели полудобровольного и принудительного введения.

При полудобровольном способе животные имеют возможность самостоятельно регулировать количество потребляемого вещества. К ним, в частности, относится методика предоставления раствора исследуемого вещества в качестве единственного источника жидкости.

Способы принудительного введения позволяют обеспечить массивную токсическую нагрузку, что обусловливает высокую концентрацию агента в крови и приводит к быстрому развитию патологических изменений.

При изучении токсически обусловленной патологии особое значение придается способам, характеризующимся моделированием тех концентраций токсических веществ, которые встречаются в реальных условиях. Этим параметрам, например, соответствует способ интрагастрального введения этанола, при котором средние дозы спирта, получаемые животными на протяжении эксперимента, составляют, обычно, 4-10 г/кг в сутки.

Ингаляционный метод введения веществ позволяет создавать практически любые токсические нагрузки. В то же время, принудительная продувка токсических веществ через затравочную камеру требует значительного расхода химических ингредиентов, а постоянную их концентрацию создать, практически, невозможно. Существующий способ разлива химического вещества в камере, где находятся животные, более пригоден для моделирования острых отравлений, однако, при данном способе невозможен количественный токсикологический контроль в условиях работы с несколькими веществами одновременно.

Наиболее рациональным при использовании способа ингаляционного введения, является тот, при котором для принудительной продувки через затравочную камеру используется только чистый воздух. Исследуемые вещества при этом расположены внутри камеры в небольших сосудах, площадь открытого участка которых подбирается расчетным образом. Заменяя сосуды на более узкие или широкие, можно варьировать скорость испарения химических соединений, количество которых берется с таким учетом, чтобы по окончанию затравки какое-то содержимое их осталось в сосудах. Данный способ прост в применении, обладает высокой чувствительностью, позволяет точно создавать постоянную концентрацию, значительно экономить используемые химические вещества.

Выбор концентраций и доз химического соединения решается с учетом целей эксперимента и физиологических особенностей подопытных животных. Необходимо помнить, что количество вводимых растворов ограничивается рамками физиологических возможностей, массой и возрастом животных. Так, максимальные объемы введения у крыс составляют интраназально до 0,4 мл, ректально – 1 мл, внутрикожно – 0,04 мл, подкожно – 10 мл, внутримышечно и внутрибрюшинно – до 5 мл, внутривенно – 6 мл, внутрисердечно – 1 мл, субокципитально – 0,15 мл, интрагастрально при весе тела 100-190 г – 3 мл, 200-290 г – 4-5 мл, 250-300 г – 6 мл, 300 г и более – 8 мл. Максимальные объемы веществ у собак составляют при интраназальном введении – 4 мл, подкожном – 20 мл, внутримышечном – 12 мл, внутрибрюшинном – 20 мл.

В то же время, введение веществ животным производится с учетом особенностей их анатомии, а так же формы исследуемого вещества. Например, порошкообразные — вводятся крысам перорально, путем приготовления пилюль из данного вещества и муки, хлеба или его добавления к воде или корму.

Введение растворов веществ осуществляется перорально с помощью резинового или металлического зонда, интраназально с помощью мочевого катетера, ректально. Кожное введение подразумевает предварительное удаление волосяного покрова, выполнение насечек, после чего наносят исследуемое вещество. Внутрикожные инъекции осуществляют в задней части спины или на животе, предварительно так же удалив волосяной покров. Подкожные инъекции делают на шее, спине или животе. Внутримышечно вещества вводят в заднебедренные мышцы. Внутрибрюшинные инъекции выполняют в левый нижний квадрант брюшной полости. Внутривенно вещества вводят в хвостовую вену или в дорсальную вену полового члена. Введение веществ также возможно непосредственно в сердце, либо субокципитально предварительно анестезированной крысы.

Введение токсических веществ птицам осуществляется интрагастрально при помощи зонда, внутривенно в локтевую или плечевую вену крыла, внутрибрюшинно в правый нижний квадрант брюшной полости, подкожно через кожу на животе или внутримышечно через четырехглавую мышцу бедра.

Введение исследуемых веществ собакам выполняется путем их подмешивания к корму, питьевой воде, либо принудительно, когда вещество в виде таблетки кладется на спинку языка животного. Жидкие вещества, а так же растворы вводят при помощи ложки или спринцовки, однако более удобно использовать желудочный зонд. Кроме того, введение жидких веществ возможно интраназально с помощью катетера, ректально, подкожно в области спины, бедра или затылка, внутрикожно, накожно, внутримышечно – в мышцы бедра, внутривенно – в вены голени, стопы, предплечья, внутрибрюшинно. Существуют способы субокципитального, внутримозгового и внутрисердечного введения веществ, однако, их выполнение сопряжено с техническими трудностями и подвергает повышенной угрозе жизнь животного.

Для снижения трудностей, возникающих при экспериментальном изучении токсических свойств веществ, проявляющихся в необъективности подбора доз, их вариабельности, используется метод экспериментального изучения токсичности малотоксичных соединений, путем введения доз, соответствующих максимально возможному разведению химических соединений в известных максимально вводимых объемах, .позволяет быстро подобрать максимальную вводимую дозу на кг (г) веса животного, подтвердить или опровергнуть низкую токсичность изучаемых веществ, сравнить результаты различных исследователей между собой.

5. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРОЙ И ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ

Социологические исследования, проведенные в последние десятилетия, показывают стабильно высокий уровень распространенности как злоупотребления алкоголем, так и алкоголизма и его осложнений среди различных групп населения. В то же время, при проведении эпидемиологических исследований влияние множества социальных факторов не позволяет до конца выявить искомые зависимости течения различных проявлений алкоголизма. Поэтому одним из способов исследования алкогольобусловленной патологии в клинической наркологии является моделирование проявлений острой и хронической алкогольной интоксикации на лабораторных животных.

При моделировании острой алкогольной интоксикации используются максимально переносимые дозы этанола. В этом случае исследуются патологические изменения, сопровождающие развитие острого отравления вплоть до коматозного состояния.

Моделирование хронической алкогольной интоксикации позволяет получить характерные патологические изменения, сравнимые с таковыми у человека при длительном злоупотреблении алкоголем. При применении методик с длительным введением алкоголя необходимо учитывать возрастной фактор, так как скорость элиминации этанола из организма с постарением животных замедляется.

Средние дозы этилового спирта, получаемые животными на протяжении хронического эксперимента, зависят от его задач и составляют, например, для крыс — от 4-10 г на кг веса в сутки, но иногда используются и максимально переносимые дозы – до 15 – 20 г/кг. Наиболее адекватной для моделирования характерных проявлений алкогольной висцеропатологии на крысах, являются дозы в пределах 7 г/кг/сут. 40% этанола, соответствующие, в частности, ? DL50, что обусловливает в процессе хронической интоксикации достаточно быстрое развитие типичных алкогольных поражений внутренних органов, но не сопровождается массовой гибелью животных. Продолжительность хронического эксперимента колеблется от 5 суток до 4 лет также в зависимости от целей исследования.

6. МОДЕЛИРОВАНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ И АЛИМЕНТАРНОЙ НЕДОСТАТОЧНОСТИ

Ряд клинических синдромов алкоголизма связывается с нарушением питания (в частности, обмена витаминов и белков) и изменением нутриентного статуса организма. Это обусловлено тем, что продолжительная алкогольная интоксикация в ряде случаев сопровождается недостаточностью питания, нарушением всасывания и метаболизма незаменимых факторов питания.

Ввиду того, что этанол, помимо высокой калорийности, не представляет пищевой ценности, при систематическом употреблении алкогольных напитков структура пищевого рациона претерпевает резкий дисбаланс, при этом часто наблюдается алиментарный дефицит, подобный дефициту при голодании. Нарушение обмена белков и общая белковая недостаточность при хронической алкогольной интоксикации достаточно обоснованно расцениваются как одни из типичных для рассматриваемой патологии проявлений. Недостаток отдельных факторов белкового питания может вызвать существенные нарушения обмена витаминов, что, в свою очередь, приводит к ухудшению функциональной активности внутренних органов. Поскольку некоторые из витаминов оказывают избирательное действие на отдельные их функции, хроническая алкоголизация еще более углубляет эти нарушения. Кроме того, при одновременном дефиците витаминов и белка морфофункциональные параметры могут отличаться от соответствующих характеристик изолированных форм алиментарной недостаточности.

На основании вышеизложенных данных, нами предложена модель комплексного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности — витаминов группы В, играющих важную роль при алкогольобусловленной патологии, и белка.

Алгоритм создания модели.

Алгоритм создания экспериментальной модели хронической алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса включает следующие компоненты:

1.Выбор лабораторных животных и условий их содержания

2. Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

3.Оценка степени тяжести токсического воздействия.

Выбор лабораторных животных и условий их содержания

В качестве подопытных животных при моделировании длительной алкоголизации на фоне алиментарного дисбаланса при прочих равных условиях предпочтительнее использовать крыс. Выбор данного вида лабораторных животных обусловлен сравнимостью алкогольобусловленных изменений у крыс с таковыми у человека, морфофизиологическими особенностями этих животных (отсутствием отвращения к этанолу и рвотного рефлекса на его действие, постоянной заполненностью желудка пищей), простотой содержания и легкостью выполнения с ними различных процедур (фиксации, введения растворов веществ с помощью зонда и т. д.).

Животные должны содержаться в стандартных условиях вивария, иметь свободный доступ к пище и воде. Учитывая возможность поступления витаминов при копрофагии, крыс содержат в клетках с дном из крупноячеистой сетки.

Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

Для наиболее полного изучения комплексного воздействия недостаточности витаминов группы В и белка животных рекомендуется разделить на четыре рабочие группы, получающие:

I – сниженное содержание витаминов группы В

II – сниженное содержание белка

III – сниженное содержание белка и витаминов группы В

IV – контрольная – содержится на обычном рационе вивария.

Снижение содержания водорастворимых витаминов в рационе производится по методике Ю.М. Островского (1979). Для этого из стандартной витаминно-солевой смеси исключаются витамины группы В, используется автоклавированный полированный рис.

Например, рацион, практически исключающий содержание витамина В6 содержит 18-20% казеина, очищенного от витаминов, 73-71% сахарозы, 4% солевой смеси, 3% подсолнечного масла с 0,2% рыбьего жира.

При проведении эксперимента, в цели которого входит моделирование недостаточности определенных витаминов, следует максимально точно обеспечивать покрытие потребностей животных в других витаминах (таблица 2).

Суточные дозы витаминов, покрывающие основные потребности крыс (по Ю.М. Островскому, 1979).

Источник